Sterilisatie in industriële omstandigheden. Sterilisatie bij hoge temperatuur
Sterilisatie is het proces waarbij alle soorten microbiële flora, inclusief hun sporevormen, en virussen worden vernietigd met behulp van fysieke of chemische invloeden. Een medisch hulpmiddel wordt als steriel beschouwd als de kans op biologische belasting gelijk is aan of kleiner is dan 10 tot de macht -6. Sterilisatie moet worden onderworpen aan medische hulpmiddelen die in contact komen met het bloed van de patiënt, contact maken met het wondoppervlak en in contact komen met het slijmvlies en een schending van de integriteit ervan kunnen veroorzaken. Sterilisatie is een complex proces succesvolle implementatie waarvoor de volgende eisen gelden:
Effectieve reiniging;
Passende verpakkingsmaterialen;
Naleving van de regels voor het verpakken van medische hulpmiddelen;
Naleving van de regels voor het laden van de sterilisator met pakketten medische hulpmiddelen;
Voldoende kwaliteit en kwantiteit van het te steriliseren materiaal; goede werking van de apparatuur;
Naleving van de regels voor opslag, behandeling en transport van gesteriliseerd materiaal.
Het proces van sterilisatie van medische instrumenten en producten vanaf het einde van de operatie tot steriele opslag of het volgende gebruik omvat de uitvoering van activiteiten in een bepaalde volgorde. Alle stappen moeten strikt worden gevolgd om de steriliteit en een lange levensduur van de instrumenten te garanderen. Schematisch kan dit als volgt worden weergegeven:
Na gebruik de instrumenten wegleggen Desinfectie -> Mechanisch reinigen van het instrument -> Controleren op beschadigingen -> Instrumenten spoelen Drogen -> Verpakken in sterilisatieverpakking -> Sterilisatie -> Steriele opslag/gebruik. Bij gebruik van sterilisatieverpakkingen (papier, folie of sterilisatiecontainers) kunnen de instrumenten steriel worden bewaard en later worden gebruikt van 24 uur tot 6 maanden.
In medische instellingen worden verschillende vormen van sterilisatieorganisatie gebruikt: decentraal, gecentraliseerd, uitgevoerd in de CSO en gemengd. In de ambulante tandartspraktijk wordt vaker gebruik gemaakt van decentrale sterilisatie (vooral in privéklinieken). Gecentraliseerde sterilisatie is typerend voor tandheelkundige districtsklinieken en grote privéklinieken. Gedecentraliseerde sterilisatie heeft een aantal belangrijke nadelen die de effectiviteit ervan beïnvloeden. Pre-sterilisatieverwerking van producten wordt meestal handmatig uitgevoerd en de kwaliteit van reinigingsproducten is laag. Het is moeilijk om de naleving van de sterilisatietechnologie, verpakkingsregels, het laden van producten in sterilisatoren en de efficiëntie van de werking van de apparatuur te controleren in omstandigheden van gedecentraliseerde sterilisatie. Dit alles leidt tot een afname van de kwaliteit van sterilisatie. Bij gebruik van een gecentraliseerde vorm van sterilisatie is het mogelijk hogere sterilisatieresultaten te behalen door bestaande te verbeteren en in te voeren nieuwste methodes sterilisatie (mechanisatie van wasinstrumenten en medische producten, vergemakkelijking van het werk van paramedisch personeel, enz.). Op de centrale sterilisatieafdeling bevinden zich: wassen, desinfecteren, verpakken en een afdeling voor sterilisatie en gescheiden opslag van steriele artikelen. De luchttemperatuur in alle afdelingen moet tussen de 18°C en 22°C liggen, relatieve vochtigheid- 35-70%, luchtstroomrichting - van schone tot relatief vervuilde gebieden.
Sterilisatie methoden
Sterilisatie wordt uitgevoerd door fysische methoden: stoom, lucht, glasperlenic (in de omgeving van verwarmde glasparels), straling, met behulp van infraroodstraling en chemische methoden: oplossingen Chemicaliën en gassen (tabel 3). BIJ afgelopen jaren ozon (S0-01-SPB sterilisator) en plasmasterilisatie (Sterrad-installatie) worden gebruikt, installaties op basis van ethyleenoxide, formaldehydedampen worden gebruikt. De keuze van de sterilisatiemethode van producten hangt af van hun weerstand tegen blootstellingsmethoden voor sterilisatie.
Voor-en nadelen verschillende methodes sterilisatie worden weergegeven in de tabel.
Tafel.
Alle producten worden vóór sterilisatie onderworpen aan pre-sterilisatiereiniging.
Wanneer ze worden gesteriliseerd door fysieke methoden (stoom, lucht), worden producten in de regel gesteriliseerd, verpakt in verpakkingsmaterialen die zijn toegestaan in overeenstemming met de vastgestelde procedure voor industriële productie en gebruik in Rusland. Bij de stoommethode kunnen sterilisatieboxen zonder filters en met filter worden gebruikt. Bij de luchtmethode, evenals bij stoom- en gasmethoden, is sterilisatie van instrumenten in onverpakte vorm toegestaan.
Stoomsterilisatie methode
De stoommethode steriliseert medische producten, onderdelen van instrumenten en apparaten gemaakt van corrosiebestendig metaal, glas, chirurgisch ondergoed, verband- en hechtingen, rubberproducten (katheters, sondes, slangen), latex en kunststoffen. Bij de stoommethode is het sterilisatiemiddel verzadigde waterstoom onder een overdruk van 0,05 MPa (0,5 kgf / cm2) - 0,21 MPa (2,1 kgf / cm2) (1,1-2,0 bar) met een temperatuur van 110- 134°C. Het sterilisatieproces vindt plaats in sterilisatoren (autoclaven). De volledige cyclus is van 5 tot 180 minuten (tabel). Volgens GOST 17726-81 is de naam van deze klasse apparaten "Stoomsterilisator". Ondanks het feit dat stoombehandeling behoorlijk effectief is, kan het niet altijd de sterilisatie van het instrument garanderen. De reden hiervoor is dat luchtzakken in gesteriliseerde voorwerpen kunnen fungeren als een thermische isolator, zoals tandheelkundige turbinehandstukken. Om dit probleem op te lossen, gebruiken autoclaven de functie om een voorvacuüm te creëren puls modus. De voordelen van de methode zijn een korte cyclus, de mogelijkheid om niet-hittebestendige producten te steriliseren, het gebruik van verschillende soorten verpakkingen. Het nadeel is de hoge kosten van de apparatuur.
Tafel.
Luchtsterilisatie methode
Sterilisatie met de luchtmethode wordt uitgevoerd met droge hete lucht bij een temperatuur van 160 °, 180 ° en 200 ° C (tabel).
Tafel.
De luchtmethode steriliseert medische hulpmiddelen, onderdelen van instrumenten en apparaten gemaakt van corrosiebestendige metalen, glazen gemarkeerd met 200 ° C, siliconenrubberproducten. Vóór luchtsterilisatie worden de producten onderworpen aan pre-sterilisatiereiniging en moeten ze worden gedroogd in een oven bij een temperatuur van 85 ° C totdat zichtbaar vocht verdwijnt. Een volledige cyclus duurt maximaal 150 minuten. Het voordeel van heteluchtsterilisatie ten opzichte van de stoommethode is de lage kostprijs van de apparatuur. De nadelen zijn: een lange volledige sterilisatiecyclus (minstens 30 minuten), het risico van schade aan instrumenten door hoge temperaturen, de onmogelijkheid om stoffen en kunststoffen te steriliseren, slechts één controleparameter - temperatuur, hoge energiekosten.
Glasperlen sterilisatie
Glasperlen-sterilisatie wordt uitgevoerd in sterilisatoren, het sterilisatiemiddel waarin het medium van verwarmde glasparels is bij een werktemperatuur van 190-330°C. Tijdens de sterilisatie worden droge instrumenten in een medium van hete glasparels geplaatst tot een diepte van meer dan 15 mm. Deze methode kan alleen instrumenten steriliseren waarvan de grootte niet groter is dan 52 mm, ze moeten 20-180 seconden volledig in de kamer worden ondergedompeld, afhankelijk van de grootte. Na sterilisatie worden de producten direct gebruikt waarvoor ze bedoeld zijn. De hoge bedrijfstemperatuur en het onvermogen om de instrumenten volledig onder te dompelen in de sterilisatieomgeving beperken de sterilisatie van een breed scala aan medische hulpmiddelen.
Sterilisatie door gasmethode
Voor de gassterilisatiemethode wordt een mengsel van ethyleenoxide en methylbromide gebruikt in een gewichtsverhouding van respectievelijk 1: 2,5 (OB), ethyleenoxide, een dampoplossing van formaldehyde in ethylalcohol en ozon. Sterilisatie met een mengsel van ABOUT en ethyleenoxide wordt uitgevoerd bij een temperatuur van minimaal 18°C, 35°C en 55°C, dampen van een oplossing van formaldehyde in ethanol bij een temperatuur van 80°C. Vóór gassterilisatie worden de producten na pre-sterilisatiereiniging gedroogd totdat zichtbaar vocht verdwijnt. Het verwijderen van vocht uit de holtes van producten wordt uitgevoerd met behulp van een gecentraliseerd vacuüm en bij afwezigheid met behulp van een waterstraalpomp die is aangesloten op een waterkraan. Tijdens sterilisatie met OB en ethyleenoxide wordt lucht verwijderd tot een druk van 0,9 kgf/cm2. Bij gebruik van een draagbaar apparaat wordt het na de sterilisatie bewaard zuurkast gedurende 5 uur.
Ozon geproduceerd in de S0-01-SPB ozonsterilisator steriliseert producten met een eenvoudige configuratie gemaakt van corrosiebestendig staal en legeringen, uitgepakt bij een temperatuur van niet meer dan 40°C. De sterilisatiecyclus (toegang tot de modus, sterilisatie, decontaminatie) duurt 90 minuten. Na sterilisatie worden de instrumenten zonder extra ventilatie direct gebruikt voor het beoogde doel. De periode van bewaring van steriliteit van producten is 6 uur, afhankelijk van de regels van asepsis. Indien verpakt in een steriele tweelaagse katoenen stof, is de steriliteitsperiode 3 dagen en indien bewaard in een kamer met bacteriedodende bestralers- 7 dagen.
In Rusland is de enige eenheid geregistreerd: de gassterilisator van het bedrijf "Münchener Medical Mechanic GmbH" met formaldehydedamp, aanbevolen voor het steriliseren van problematische apparatuur.
infrarood blootstelling
Nieuwe sterilisatiemethoden worden weerspiegeld in de idie is ontworpen voor sterilisatieverwerking van metalen medische instrumenten in de tandheelkunde, microchirurgie, oogheelkunde en andere medische gebieden.
De hoge efficiëntie van het IR-steriliserende effect zorgt voor de volledige vernietiging van alle bestudeerde micro-organismen, waaronder: S. epidermidis, S. aureus, S. sarina flava, Citrobacter diversus, Str. longontsteking, Bacillus cereus.
Snel, binnen 30 seconden, toegang tot de modus 200±3°С, korte cyclus van sterilisatiebehandeling - van 1 tot 10 minuten, afhankelijk van de geselecteerde modus, samen met een laag energieverbruik, zijn onvergelijkbaar in efficiëntie met een van de gebruikte methoden tot zover sterilisatie. De IR-sterilisatiesterilisator is eenvoudig te bedienen, vereist geen speciaal opgeleide operators en de methode zelf behoort tot een milieuvriendelijke technologie. In tegenstelling tot sterilisatie met stoom, lucht of glasperlene, tast IR-sterilisatie het snijgereedschap niet aan met een sterilisatiemiddel (infraroodstraling).
ioniserende straling
De werkzame stoffen zijn gammastraling. In zorginstellingen wordt geen ioniserende straling gebruikt voor desinfectie. Het wordt gebruikt om wegwerpproducten in fabrieksproductie te steriliseren.
Deze methode wordt gebruikt om apparaten te steriliseren waarvan de materialen niet thermisch stabiel zijn en andere officieel aanbevolen methoden niet kunnen worden gebruikt. Het nadeel van deze methode is dat de producten niet in de verpakking kunnen worden gesteriliseerd en na sterilisatie moeten worden gewassen met een steriele vloeistof (water of 0,9% natriumchloride-oplossing), wat bij het overtreden van asepsisregels kan leiden tot secundaire besmetting van de gesteriliseerde producten met micro-organismen. Voor chemicaliën worden steriele containers van glas, hittebestendige kunststoffen die bestand zijn tegen stoomsterilisatie en geëmailleerde metalen gebruikt. De temperatuur van de oplossingen, met uitzondering van speciale regimes voor het gebruik van waterstofperoxide en Lysoformin 3000, moet minimaal 20 ° C zijn voor aldehydebevattende middelen en minimaal 18 ° C voor andere middelen (tabel).
Tafel.
De chemische sterilisatiemethode wordt veel gebruikt voor het verwerken van "problematische apparatuur", bijvoorbeeld voor apparatuur met glasvezel, anesthesieapparatuur, pacemakers en tandheelkundige instrumenten. Dergelijke moderne sterilisatiemiddelen zoals glutaaraldehyde, derivaten van orthoftaalzuur en barnsteenzuur, zuurstofhoudende verbindingen en derivaten van perazijnzuur worden gebruikt in de modi voor uitdrukkelijke sterilisatie en "klassieke sterilisatie". De daarvan afgeleide geneesmiddelen worden als veelbelovend beschouwd - Erigid Forte, Lysoformin-3000, Sidex, NU Sidex, Sidex OPA, Gigasept, Steranios, Secusept Active, Secusept Pulver ", "Anioxide 1000", "Clindesin forte", "Clindesine oxy", en als we de economische rechtvaardiging voor het gebruik van deze medicijnen samenvatten, moet worden geconcludeerd dat ze ongelijk zijn, wat wordt bepaald door de timing van het gebruik van werkende oplossingen (van alle medicijnen heeft bijvoorbeeld alleen "Erigid forte" de mogelijkheid van het gebruik van de werkoplossing gedurende 30 dagen voor "klassieke" sterilisatie).
Afneembare producten worden ongemonteerd gesteriliseerd. Om overtreding van de concentratie van sterilisatieoplossingen te voorkomen, moeten de producten die erin zijn ondergedompeld droog zijn. De verwerkingscyclus is 240-300 minuten, wat een belangrijk nadeel van de methode is. Bovendien is het nadeel de hoge kosten van ontsmettingsmiddelen. Het voordeel is dat er geen speciale apparatuur is. Gewassen steriele producten worden na het verwijderen van de vloeistof uit de kanalen en holtes onmiddellijk gebruikt voor het beoogde doel of na verpakking in een tweelaags steriel katoenen calico, geplaatst in een steriele doos bekleed met een steriel laken voor een periode van niet meer dan 3 dagen .
Alle werkzaamheden aan de sterilisatie van producten worden uitgevoerd onder aseptische omstandigheden in speciale kamers die zijn voorbereid als een operatie-eenheid (quartzing, Voorjaars-schoonmaak). Het personeel gebruikt steriele overalls, handschoenen, veiligheidsbril. Het spoelen van producten wordt uitgevoerd in 2-3 verversingen van steriel water, elk 5 minuten.
Controle van de efficiëntie van de sterilisatie
De efficiëntie van de sterilisatie wordt gecontroleerd door fysische, chemische en bacteriologische methoden.
Fysische controlemethoden omvatten: meting van temperatuur, druk en tijd van sterilisatietoepassing.
Al tientallen jaren worden chemicaliën gebruikt voor chemische bestrijding met een smeltpunt dat dicht bij de sterilisatietemperatuur ligt. Deze stoffen waren: benzoëzuur - voor stoomsterilisatie; sucrose, hydrochinon en enkele andere - om luchtsterilisatie te beheersen. Als er een smelting en verkleuring van deze stoffen was, werd het resultaat van sterilisatie als bevredigend beschouwd. Aangezien het gebruik van de bovenstaande indicatoren niet voldoende betrouwbaar is, zijn nu chemische indicatoren geïntroduceerd in de praktijk van het beheersen van thermische sterilisatiemethoden, waarvan de kleur verandert onder invloed van een temperatuur die geschikt is voor een bepaalde modus gedurende een bepaalde tijd die nodig is om te implementeren deze modus. Door de kleur van de indicatoren te veranderen, worden de belangrijkste parameters van sterilisatie beoordeeld: de temperatuur en duur van sterilisatie. Sinds 2002, GOST RISO 11140-1 "Sterilisatie van medische producten. Chemische indicatoren. Algemene vereisten", waarin chemische indicatoren zijn onderverdeeld in zes klassen:
Tot 1e klasse indicatoren van externe en intern proces, die op de buitenkant van de verpakking worden geplaatst met medische hulpmiddelen of in instrumentensets en chirurgisch linnen. Een verandering in de kleur van de indicator geeft aan dat de verpakking een sterilisatieproces heeft ondergaan.
Co. 2e leerjaar omvatten indicatoren die geen sterilisatieparameters regelen, maar bedoeld zijn voor gebruik in speciale tests, bijvoorbeeld op basis van dergelijke indicatoren evalueren ze de efficiëntie van de vacuümpomp en de aanwezigheid van lucht in de kamer van de stoomsterilisator.
Tot 3de graad omvatten indicatoren die één sterilisatieparameter bepalen, bijvoorbeeld de minimumtemperatuur. Ze geven echter geen informatie over de tijd van blootstelling aan temperatuur.
Tot 4de leerjaar omvatten indicatoren voor meerdere parameters die van kleur veranderen wanneer ze worden blootgesteld aan verschillende sterilisatieparameters. Een voorbeeld van dergelijke indicatoren zijn indicatoren voor stoom- en luchtsterilisatie voor eenmalig gebruik IKPVS-"Medtest".
Tot 5de leerjaar omvatten het integreren van indicatoren die reageren op alle kritische parameters van de sterilisatiemethode.
Tot 6e leerjaar omvatten indicatoren-emulators. De indicatoren zijn gekalibreerd volgens de parameters van de sterilisatiemodi waarin ze worden gebruikt. Deze indicatoren reageren op alle kritische parameters van de sterilisatiemethode. Emulerende indicatoren zijn het modernst. Ze registreren duidelijk de kwaliteit van sterilisatie met de juiste verhouding van alle parameters - temperatuur, verzadigde stoom, tijd. Als een van de kritische parameters niet wordt nageleefd, werkt de indicator niet. Onder huishoudelijke thermo-tijdindicatoren, indicatoren "IS-120", "IS-132", "IS-160", "IS-180" van het bedrijf "Vinar" of stoomindicatoren ("IKPS-120/45", " IKPS-132 / 20") en lucht ("IKPVS-180/60" en "IKVS-160/150") sterilisatie van eenmalig gebruik IKVS van de firma Medtest.
Basisregels voor het gebruik van stoom- en luchtsterilisatie-indicatoren voor eenmalig gebruik IKPVS-"Medtest"
Alle operaties met indicatoren - extractie, evaluatie van resultaten - worden uitgevoerd door personeel dat sterilisatie uitvoert.
Evaluatie en boekhouding van controleresultaten wordt uitgevoerd door de kleurveranderingen van de begintoestand van het thermische indicatorlabel van elke indicator te evalueren, in vergelijking met het kleurlabel van de vergelijkingsstandaard.
Als de kleur van de eindtoestand van het thermische indicatorlabel van alle indicatoren overeenkomt met het kleurlabel van de vergelijkingsstandaard, geeft dit aan dat aan de vereiste waarden van de parameters van de sterilisatiemodus in de sterilisatiekamer wordt voldaan.
Verschillen in de intensiteit van de kleurdiepte van het thermische indicatorlabel van indicatoren zijn toegestaan vanwege de ongelijkheid van de toegestane temperatuurwaarden in verschillende zones van de sterilisatiekamer. Als het thermische indicatorlabel van ten minste één indicator geheel of gedeeltelijk een kleur behoudt die gemakkelijk te onderscheiden is van de kleur van de referentietoestand, geeft dit aan dat de vereiste waarden van de parameters van de sterilisatiemodus in de sterilisatiekamer niet worden nageleefd.
Indicatoren en vergelijkingsnormen moeten overeenkomen in batchnummers. Het is verboden om de resultaten van sterilisatiecontrole te evalueren met behulp van indicatoren van verschillende partijen.
De beoordeling van de conformiteit van de kleurverandering van het thermische indicatielabel in vergelijking met de norm wordt uitgevoerd bij een verlichting van ten minste 215 lux, wat overeenkomt met een matte gloeilamp van 40 W, op een afstand van niet meer dan 25 cm Voor bacteriologische bestrijding worden momenteel biotesten gebruikt die een gedoseerde hoeveelheid sporen van de testcultuur bevatten. De bestaande methode maakt het mogelijk om de effectiviteit van sterilisatie niet eerder dan na 48 uur te evalueren, wat het gebruik van reeds gesteriliseerde producten niet toestaat totdat de resultaten van bacteriologische controle zijn verkregen.
Een biologische indicator is een preparaat van pathogene sporenvormende micro-organismen waarvan bekend is dat ze zeer resistent zijn tegen dit type sterilisatieproces. Het doel van biologische indicatoren is het bevestigen van het vermogen van het sterilisatieproces om resistente microbiële sporen te doden. Het is de meest kritische en betrouwbare test van het sterilisatieproces. Biologische indicatoren worden gebruikt als ladingcontrole: als het resultaat positief is (microbiële groei), dan kan deze lading niet worden gebruikt en moeten alle voorgaande ladingen worden opgeroepen tot het laatste negatieve resultaat. Om een betrouwbare biologische respons te verkrijgen, mogen alleen die biologische indicatoren worden gebruikt die voldoen aan de internationale normen EC 866 en ISO 11138/11135. Bij het gebruik van biologische indicatoren doen zich bepaalde moeilijkheden voor: de behoefte aan een microbiologisch laboratorium, opgeleid personeel, de duur van de incubatie overschrijdt vele malen de duur van sterilisatie, de noodzaak van quarantaine (onmogelijkheid van gebruik) van gesteriliseerde producten totdat resultaten zijn verkregen. Vanwege de bovengenoemde moeilijkheden bij het toepassen van de biologische methode in de poliklinische tandartspraktijk, worden gewoonlijk fysische en chemische methoden gebruikt om de effectiviteit van sterilisatie te beheersen.
EVALUATIE VAN DE EFFICIËNTIE VAN DE WERKING VAN ANTISEPTICA EN ONTSMETTINGSMIDDELEN. BEPALING VAN DE GEVOELIGHEID VAN BACTERIËN VOOR ANTIMICROBIËLE GENEESMIDDELEN
Invoering. De vernietiging van pathogene microben voor de mens is een van de belangrijkste problemen bij de preventie en behandeling van verschillende ziektes. Om microben te bestrijden, worden methoden van asepsis, antiseptica, desinfectie en antimicrobiële therapie gebruikt. Elke methode heeft zijn eigen specifieke doelen en toepassingsvoorwaarden.
Onderwerp 7.1. METHODEN VOOR HET BEOORDELEN VAN HET ANTIMICROBIËLE EFFECT VAN CHEMISCHE EN FYSISCHE FACTOREN
Invoering.asepsis - een systeem van maatregelen dat het binnendringen (binnendringen) van micro-organismen uit de omgeving in de weefsels of holtes van het menselijk lichaam tijdens medische en diagnostische manipulaties, evenals in het materiaal voor onderzoek, in cultuur media en culturen van micro-organismen in laboratoriumstudies. Asepsis zorgt voor naleving van speciale sanitaire en hygiënische regels en werkmethoden, evenals speciale verwerking van gereedschappen, materialen, handen van medisch personeel, gebouwen, enz. met het oog op gedeeltelijke (desinfectie) of volledige (sterilisatie) vernietiging van microben.
Antiseptica- een complex van therapeutische en preventieve maatregelen gericht op de vernietiging van micro-organismen die een infectieus proces kunnen veroorzaken in beschadigde delen van de huid en slijmvliezen door ze te behandelen met microbicide stoffen - antiseptica.
Sterilisatie- volledige vernietiging van micro-organismen, inclusief vegetatieve vormen en sporen. Er zijn 3 hoofdgroepen sterilisatiemethoden: fysisch, mechanisch en chemisch. De keuze van de methode om een praktisch probleem op te lossen hangt af van het te steriliseren object.
Desinfectie- desinfectie van omgevingsobjecten. In tegenstelling tot sterilisatie leidt desinfectie tot de dood van de meeste, maar niet alle vormen van microben en zorgt dus alleen voor een vermindering van de microbiële besmetting (besmetting) en niet voor een volledige ontsmetting van het object. Daarom zijn voorwerpen die zijn gedesinfecteerd niet absoluut veilig.
▲ Plan
▲ Programma
1. Aseptisch, antiseptisch en desinfectie. Antiseptica en ontsmettingsmiddelen.
2. Antimicrobiële werking van fysische en chemische factoren.
3. Sterilisatiemethoden; apparaten die worden gebruikt voor sterilisatie.
4. Methoden voor het bewaken van de effectiviteit van sterilisatie, de werking van antiseptische en desinfecterende middelen.
Demonstratie
1. Apparaten die worden gebruikt bij sterilisatie: autoclaaf, oven, filtratie en UV-bestralingsapparatuur.
EN De taak studenten
1. Houd rekening met de resultaten van experimenten die zijn uitgevoerd met bacteriële testobjecten om de effectiviteit van sterilisatie door koken en autoclaveren te controleren. Om een conclusie te trekken.
2. Bepaal de antibacteriële werking van UV-stralen op stafylokokken en Escherichia coli met gebruiksklare gewassen.
3. Houd rekening met de resultaten van experimenten die zijn opgezet om het antimicrobiële effect van antiseptische en desinfecterende stoffen te bepalen. Om een conclusie te trekken.
Richtlijnen
Sterilisatie methoden
I. Fysische methoden. Blootstelling aan hoge temperaturen. Hoge temperaturen hebben een microbicide effect vanwege het vermogen om denaturatie te veroorzaken van de belangrijkste biopolymeren, voornamelijk eiwitten.
Sterilisatie door droge hitte in een droog- en sterilisatiekast (Pasteur ovens) is gebaseerd op het bacteriedodende effect van lucht die gedurende 45 minuten wordt verwarmd tot 165-170 ° C. Bij een hogere temperatuur treedt verkoling op van wattenpropjes, papier waarin de vaat is gewikkeld en bij een lagere temperatuur is een lange sterilisatieperiode vereist. Droge hitte steriliseert glaswerk (petrischalen, reageerbuizen, pipetten, enz.).
Autoclaveren- Sterilisatie met oververhitte stoom (bij verhoogde druk) in een stoomsterilisator (autoclaaf). Een van de meest effectieve methodes sterilisatie, die niet alleen op grote schaal wordt gebruikt in de microbiologische, maar ook in de klinische praktijk. Werken met een autoclaaf vraagt om een nauwkeurige uitvoering speciale instructies en naleving van de veiligheidsvoorschriften. De maximale stoomtemperatuur wordt gemeten met een speciale thermometer, die samen met het te steriliseren materiaal in de autoclaaf wordt geplaatst. In sommige gevallen worden chemicaliën met een specifiek smeltpunt gebruikt: benzonaftol (PO °C), benzoëzuur (120 °C). Veel voedingsmedia, verbanden, linnengoed worden gesteriliseerd bij een druk van 1 atm gedurende 15-20 minuten, voedingsmedia met koolhydraten bij 0,5 atm gedurende 15 minuten en desinfectie van geïnfecteerd materiaal wordt uitgevoerd bij 1,5-2 atm gedurende 20 -25 min. (Tabel 7.1.1).
Tabel 7.1.1. Relatie tussen druk, temperatuur en sterilisatieduur in een stoomsterilisator (autoclaaf)
0 100 30-60 (fractionele) 0,5 111 20-30
1 121 15-20 1,5 127 15-20
Stoomsterilisatie uitgevoerd in een autoclaaf met een losgeschroefd deksel en een geopende uitlaatkraan. Deze sterilisatiemethode is gebaseerd op de antibacteriële werking van stoom op vegetatieve cellen. Het wordt gebruikt in gevallen waarin het te steriliseren materiaal niet bestand is tegen hoge temperaturen, zoals voedingsbodems met vitamines, koolhydraten. Voor volledige ontsmetting wordt het principe van gefractioneerde sterilisatie gebruikt, d.w.z. het materiaal wordt gesteriliseerd bij 100 ° C (of 80-90 ° C) gedurende 20-30 minuten gedurende 3 dagen achter elkaar. In dit geval sterven de vegetatieve cellen af en blijven de sporen achter en ontkiemen in 1 dag. Daaropvolgende dubbele verwarming zorgt voor voldoende betrouwbare steriliteit van het materiaal.
Tyndalisatie - dit is een fractionele sterilisatie van materialen bij 56-58 ° C gedurende 1 uur 5-6 dagen op rij. Het wordt gebruikt voor sterilisatie van stoffen die gemakkelijk worden vernietigd bij hoge temperaturen (bloedserum, vitamines, enz.).
Ontsteking in de vlam spirituskachel of gasbrander
Verandering is beperkt, bijvoorbeeld voor sterilisatie van bacteriologische lussen, snijnaalden, pincetten.
Blootstelling aan ioniserende straling. Het microbicide effect van ioniserende straling is gebaseerd op hun vermogen om schade aan te richten in het DNA-molecuul. Voor sterilisatie van medische wegwerpinstrumenten en bacteriologische apparatuur die gevoelig is voor thermische effecten (plastic schalen voor het kweken van microben en celculturen, plastic injectiespuiten, bloedtransfusiesystemen, enz.), Wordt meestal sterilisatie door γ-straling gebruikt.
I. Mechanische methoden. Ze zijn gebaseerd op filtratie door speciale membraanfilters met een kleine poriegrootte, die micro-organismen mechanisch kunnen vasthouden. Papieren en polymeerfilters worden veel gebruikt in de laboratoriumpraktijk. Er zijn filters met poriën van verschillende, strikt gekalibreerde afmetingen, waarmee u de zuivering van het materiaal niet alleen van bacteriën, maar ook van virussen en, indien nodig, van sommige macromoleculen kunt garanderen. Filtratie wordt gebruikt voor sterilisatie vloeibare materialen die niet bestand zijn tegen hitte (bloedserum, antimicrobiële oplossingen, componenten van voedingsmedia voor bacteriën en celculturen), om bacteriële toxines en andere afvalproducten van bacteriën te verkrijgen. Filtratie is de belangrijkste methode voor luchtsterilisatie wanneer dat nodig is. Om dit te doen, wordt lucht door filters geleid die zijn geïmpregneerd met microbiciden. Dergelijke sterilisatiesystemen worden bijvoorbeeld gebruikt in desktopboxen voor het werken met ziekteverwekkers van bijzonder gevaarlijke infecties, maar ook in operatiekamers, kraamafdelingen, enz.
III. Chemische methoden. Ze zijn gebaseerd op de behandeling van een object met chemicaliën die een microbicide effect hebben en in staat zijn om, afhankelijk van bepaalde vormen van blootstelling, de volledige vernietiging van microflora te verzekeren. Chemische sterilisatie wordt meestal gebruikt om verschillende apparaten en herbruikbare instrumenten te verwerken die gevoelig zijn voor hoge temperaturen (glasvezelapparaten, medische implantaten, enz.). Sterilisatiemiddelen omvatten ethyleenoxide, waterstofperoxide, glutaaraldehyde, peroxyazijnzuur, chloordioxide.
Ongeacht de methode is in alle gevallen regelmatige monitoring van de effectiviteit van de sterilisatieprocedure vereist. Hiervoor worden biologische indicatoren gebruikt - bekende micro-organismen die het meest resistent zijn tegen deze verwerkingsmethode (bijvoorbeeld sporen Bacillus stearothermophilus om de efficiëntie van autoclaveren te regelen, Bacillus subtilis- om sterilisatie met droge hitte te beheersen). Er zijn ook fysisch-chemische indicatoren - stoffen die zichtbaar ondergaan
mijn wijzigingen (kleur wijzigen, aggregatiestatus, enz.) alleen als de juiste verwerkingsmodus wordt waargenomen.
Desinfectie methoden
Fysische en chemische methoden worden gebruikt voor desinfectie.
I. Fysische methoden. Blootstelling aan hoge temperaturen
tour.
Kokend. Injectiespuiten, kleine chirurgische instrumenten, objectglaasjes en dekglaasjes en enkele andere items worden in sterilisatoren geplaatst waarin water wordt gegoten. Om hardheid te elimineren en het kookpunt te verhogen, wordt 1-2% natriumbicarbonaatoplossing aan water toegevoegd. Het koken duurt minimaal 30 minuten. Wanneer gekookt, blijven sommige virussen (bijvoorbeeld het hepatitis B-virus) en bacteriesporen levensvatbaar.
Pasteurisatie gebaseerd op het antibacteriële effect van temperatuur op vegetatieve cellen, maar niet op bacteriesporen. Het materiaal wordt gedurende 5-10 minuten verwarmd op een temperatuur van 50-65 °C, gevolgd door een snelle afkoeling. Gewoonlijk worden dranken en voedingsproducten (wijn, bier, sappen, melk, enz.) Gepasteuriseerd.
Blootstelling aan ioniserende straling. ultraviolette straling(UV) met een golflengte van 260-300 micron heeft een vrij uitgesproken microbicide effect, maar sommige soorten microben en sporen zijn bestand tegen UV. Daarom is UV-straling niet in staat om de volledige vernietiging van microflora te garanderen - de sterilisatie van het object. UV-behandeling wordt meestal gebruikt voor gedeeltelijke desinfectie (desinfectie) van grote objecten: oppervlakken van objecten, kamers, lucht in medische instellingen, microbiologische laboratoria, enz.
Gammastraling heeft een uitgesproken microbicide effect op de meeste micro-organismen, inclusief vegetatieve vormen van bacteriën en sporen van de meeste soorten, schimmels, virussen. Wordt gebruikt om plastic schalen en medische wegwerpinstrumenten te steriliseren. Houd er rekening mee dat behandeling met gammastraling niet zorgt voor de vernietiging van infectieuze agentia zoals prionen.
II. Chemische methoden. Dit is het bewerken van een gedesinfecteerd object
tami - microbicide chemicaliën. Sommige
sommige van deze verbindingen kunnen toxische effecten hebben
op het menselijk lichaam, dus ze worden uitsluitend gebruikt
Voor het verwerken van externe objecten. Als ontsmettingsmiddel
gebruik meestal waterstofperoxide, chloorhoudend
eenheid (0,1-10% bleekoplossing, 0,5-5% oplossing
chlooramine, 0,1-10
% oplossing van een tweederde basisch zout van hypo-
Calciumchloraat - DTSGK), formaldehyde, fenolen (3-5% oplossing van fenol, lysol of carbolzuur), jodoforen. De keuze van het desinfectiemiddel en de concentratie ervan is afhankelijk van het te desinfecteren materiaal. Desinfectie kan voldoende zijn om alleen die medische instrumenten te ontsmetten die niet door de natuurlijke barrières van het lichaam dringen (laryngoscopen, cystoscopen, ventilatoren). Sommige stoffen ( boorzuur, merthiolaat, glycerine) worden gebruikt als conserveringsmiddelen voor de bereiding van therapeutische en diagnostische sera, vaccins en andere geneesmiddelen.
Antiseptische methoden
Als antiseptica worden alleen verbindingen gebruikt met een lage toxiciteit voor het lichaam die een antimicrobieel effect hebben. Meest gebruikte 70% ethanol, 5% jodiumoplossing, 0,1% KMp04-oplossing, 0,5-1% alcoholoplossingen van methyleenblauw of briljantgroen, 0,75-4,0% chloorhexidine-oplossing, 1-3% hexachlorofeenoplossing en enkele andere verbindingen. Antimicrobiële middelen worden ook toegevoegd aan materialen die worden gebruikt bij de vervaardiging van verbanden, hechtpleisters, kunstgebitten, vulmaterialen en dergelijke. om ze bacteriedodende eigenschappen te geven.
Methoden voor het bewaken van de effectiviteit van sterilisatie, de werking van antiseptische en desinfecterende middelen. Studie van de antibacteriële werking van hoge temperaturen. Plaats zijdedraden bevochtigd met een mengsel van sporenvormende (3 reageerbuizen) en niet-sporenvormende (3 reageerbuizen) culturen in reageerbuizen met voedingsbouillon. Autoclaaf of kook één buis met elke cultuur; Stel controlebuizen niet bloot aan schokken. Bewaar alle gewassen na verwerking 24 uur in een thermostaat op 37 ° C. Markeer het resultaat van het experiment en trek een conclusie.
Controle van de steriliteit van verbanden en chirurgische instrumenten. De testmonsters (of wattenstaafjes van het oppervlak van grote instrumenten) worden op drie media gezaaid: suikerbouillon, thioglycolmedium en Sabouraud's vloeibaar medium. Gewassen worden 14 dagen in een thermostaat geïncubeerd. Bij afwezigheid van groei in alle gewassen wordt het materiaal als steriel beschouwd.
Studie van de antibacteriële werking van UV-stralen. Suspensie van stafylokokken of E coli in een isotone natriumchloride-oplossing in een volume van 1 ml, plaats op een afstand van 10-20 cm van het midden van de lamp. Inoculeer de bestraalde en niet-bestraalde (controle) bacteriële suspensies in voedingsbouillon en incubeer
bij 37 ° C gedurende 16-24 uur, waarna de resultaten worden geëvalueerd: de afwezigheid van troebelheid van het medium wordt geassocieerd met de dood van de bestraalde bacteriecultuur, troebelheid wordt opgemerkt in de controle, wat de aanwezigheid van groei aangeeft.
Bepaling van de antimicrobiële werking van antiseptische en desinfecterende middelen. 1. Bereid twee soorten testobjecten voor: a) zijden draden gedrenkt in cultuur E coli; b) zijden draden bevochtigd met een sporenvormende cultuur (met een hoog gehalte aan sporen). De draden worden gedurende 5 en 60 minuten in oplossingen van fenol (5%), lysol (5%), bleekmiddel (10%) geplaatst, vervolgens van de teststoffen gewassen, in voedingsbouillon gezaaid en tot de volgende dag in een thermostaat geplaatst . Actie controles chemische substanties niet onderwerpen. Noteer het resultaat van het experiment en trek een conclusie.
2. Bevochtig schijfjes filtreerpapier met oplossingen van teststoffen en plaats ze op het oppervlak van voedingsagar in een petrischaal die is bezaaid (met een gazon) met een testcultuur van Staphylococcus of Escherichia coli. Incubeer de schaal gedurende 24 uur bij 37°C. De antibacteriële werking van de bestudeerde stoffen wordt beoordeeld aan de hand van de diameter van de zones van bacteriële groeiremming gevormd rond de schijven.
Onderwerp 7.2. METHODEN OM DE EFFICIËNTIE VAN DE WERKING VAN ANTIMICROBIËLE GENEESMIDDELEN TE BEOORDELEN
Invoering. Antimicrobiële middelen (natuurlijke en synthetische antibiotica) worden gebruikt om ziekten veroorzaakt door micro-organismen te behandelen. Voor effectieve therapie is het noodzakelijk om een medicijn te selecteren dat de grootste activiteit heeft met betrekking tot dit infectieuze agens en heeft minste kwaad normale menselijke microflora. De brede verspreiding van bacteriestammen met verschillende mate van resistentie tegen veel geneesmiddelen (multiresistentie) maakt de kwalitatieve (schijfmethode) en kwantitatieve (seriële verdunningsmethode) beoordeling van bacteriële gevoeligheid voor therapeutische geneesmiddelen bijzonder relevant.
▲ Programma
1. Actiespectra van de belangrijkste groepen antimicrobiële geneesmiddelen.
2. Evaluatie van het effect van antimicrobiële geneesmiddelen op bacteriën volgens de schijfmethode.
3. Bepaling van de minimale remmende concentratie (MIC) van antimicrobiële geneesmiddelen door middel van seriële verdunningen.
EN. Demonstratie
1. Antimicrobiële middelen van verschillende groepen.
2. Standaard papieren schijven geïmpregneerd met antimicrobiële middelen om de gevoeligheid van bacteriën ervoor te bepalen.
3. Tabellen en schema's van antimicrobiële spectra van de belangrijkste groepen antibiotica en mechanismen van hun antibacteriële werking.
Opdracht aan studenten
1. Zet een experiment op om de gevoeligheid van stafylokokken voor verschillende antibiotica te bepalen met behulp van de schijfmethode.
2. Bepaal op basis van de resultaten van het experiment de minimale remmende concentratie van penicilline voor verschillende bacterieculturen door middel van seriële verdunningen.
Richtlijnen
Kwantitatieve bepaling van de gevoeligheid van bacteriën voor antimicrobiële geneesmiddelen door de methode van seriële verdunningen Deze methode wordt gebruikt om de minimale remmende concentratie (MPC) te bepalen - de laagste concentratie van een antibioticum die de groei van de bestudeerde bacteriën volledig onderdrukt. Er wordt een antibioticumvoorraadoplossing bereid die het medicijn in een bepaalde concentratie (μg / ml of U / ml) in fysiologische of bufferoplossing of in een speciaal oplosmiddel bevat. De voorraadoplossing wordt gebruikt om seriële (2-voudige) verdunningen van het antibioticum in een voedingsmedium te bereiden - bouillon (in een volume van 1 ml) of agar. Van de bestudeerde bacteriecultuur wordt een suspensie van standaarddichtheid bereid en geïnoculeerd in 0,1 ml op media met verschillende concentraties van het antibioticum, evenals op een medium zonder het geneesmiddel (cultuurcontrole). De culturen worden gedurende 20-24 uur of langer bij 37°C geïncubeerd (voor langzaam groeiende bacteriën), waarna de resultaten van het experiment worden genoteerd voor vertroebeling van de voedingsbouillon of het verschijnen van zichtbare groei van bacteriën op de agar, vergeleken met met de besturing genomen als IPC.
de hoogste concentratie van het medicijn die de ontwikkeling van CPP of de accumulatie van pathogene antigenen in de cellen voorkomt, wordt als de MIC genomen.
Interpretatie van resultaten, d.w.z. beoordeling van de klinische gevoeligheid, uitgevoerd op basis van de criteria in de tabel. 7.2.1. Gevoelige stammen omvatten bacteriestammen waarvan de groei wordt geremd bij concentraties van het geneesmiddel die in het bloedserum van de patiënt worden aangetroffen bij gebruik van gemiddelde therapeutische doses antibiotica. Matig resistente stammen omvatten stammen waarvan de groeionderdrukking concentraties vereist die in het bloedserum worden gecreëerd wanneer de maximale therapeutische doses van het geneesmiddel worden toegediend. Micro-organismen zijn resistent, waarvan de groei niet wordt onderdrukt door het medicijn bij concentraties die in het lichaam worden gecreëerd bij gebruik van de maximaal toegestane doses.
Tabel 7.2.1. Interpretatie de resultaten van het bepalen van de gevoeligheid van bacteriën voor antibiotica door middel van seriële verdunningen
| Antibiotica | MIC (mcg/ml) | ||
| voelen- | tussenliggend | stal- | |
| lichaam | nauwkeurig | kwellen | |
| (S) | (D | (R) | |
| Penicillines | |||
| benzylpenicilline: | |||
| voor stafylokokken | £ 0,12 | - | >0,25 |
| voor andere bacteriën | <1,5 | >1,5 | |
| Oxacilline | |||
| voor Staphylococcus aureus | <2 | - | >4 |
| voor andere soorten stafylokokken | <0,25 | - | >0,5 |
| Meticilline | <2 | - | >4 |
| ampicilline: | |||
| voor stafylokokken | <0,25 | - | >0,5 |
| voor E coli en andere enterobacteriën | <8 | >32 | |
| Carbenicilline: | |||
| voor E coli en andere enterobacteriën | <16 | >64 | |
| voor Pseudomonas aeruginosa | <128 | >512 | |
| Piperacilline | |||
| voor E coli en andere enterobacteriën | <16 | >64 | |
| voor Pseudomonas aeruginosa | >64 | - | >182 |
| Azlocilline | <64 | - | >128 |
| Cefalosporinen | |||
| Cefazoline | <8 | >32 | |
| Cephalotine | <8 | >32 | |
| Cefaclor | <8 | >32 | |
| Cefalexine | <8 | >32 | |
| Cefuroxim | <8 | >32 |
Voortzetting
tussenliggend (D
| Cefamandol | <8 | >32 | ||
| Cefotaxim | <8 | 16-32 | >64 | |
| Ceftriaxon | <8 | 16-32 | >64 | |
| Cefoperazon | <16 | >64 | ||
| Ceftazidim | <8 | >32 | ||
| cefepime | Nieuwe bèta | <8 -лактамы | >32 | |
| Imipenem | <4 | >16 | ||
| Meropenem | <4 | >16 | ||
| Quinolonen | ||||
| Nalidixinezuur | SI6 | - | >32 | |
| Ciprofloxacine | <1 | >4 | ||
| Ofloxacine | <2 | >8 | ||
| Norfloxacine | <4 юзиды | >16 | ||
| Aminogli | ||||
| Kanamycine | <16 | >64 | ||
| Gentamicine | <4 | >16 | ||
| Tobramycine | <4 | >16 | ||
| Amikacine | <16 | >64 | ||
| netilmicine | <8 | >32 | ||
| Tetracyclines, macroliden, lincosamiden | ||||
| Tetracycline | <2 | 4-8 | >16 | |
| doxycycline | <4 | >16 | ||
| Erythromycine | 50,5 | 1-4 | >8 | |
| Azitromycine | <2 | >8 | ||
| Claritromycine | <2 | >8 | ||
| Aleandomycine | <2 | >8 | ||
| Lincomycine | <2 | >8 | ||
| Clindamycine | <0,25 | 0,5 | >1 | |
| Antibiotica van andere groepen | ||||
| Chlooramfenicol (leeuw | omycetine) | <8 | >32 | |
| Fusidinezuur | <2 | 4-8 | >16 | |
| Rifampicine | <2 | >8 | ||
| Polymyxine | <50 ЕД/мл | >50 E/ml | ||
| vancomycine | <4 | 8-16 | S32 | |
| Furadonine | <32 | >128 |
Microtestsystemen voor het bepalen van de gevoeligheid voor antimicrobiële geneesmiddelen. Microtestsystemen zijn ontworpen om snel de klinische gevoeligheid voor antibiotica van bacteriën van bepaalde soorten of verwante groepen te bepalen. Geteste medicijnen in standaardconcentraties bevinden zich in de putjes van kant-en-klare plastic platen. De gevoeligheid van de bestudeerde kweek voor twee concentraties van elk antibioticum wordt bepaald: de gemiddelde therapeutische en maximale. Het materiaal van een geïsoleerde kolonie wordt ingebracht in 5 ml van een standaard voedingsmedium dat een indicator bevat met behulp van een bacteriologische meetlus (volume 1 μl), en er wordt een suspensie bereid. De bereide bacteriesuspensie wordt in de putjes van de tablet gegoten met 0,1 ml en geïncubeerd onder de omstandigheden van temperatuur en gassamenstelling van het medium die optimaal zijn voor dit type bacteriën. De groei van bacteriën wordt beoordeeld aan de hand van de verandering in de kleur van de indicator, wat de tijd van het onderzoek aanzienlijk kan verkorten. Als de bacteriën levensvatbaar blijven in aanwezigheid van een antibioticum, leidt het vrijkomen van stofwisselingsproducten tot een verandering in de kleur van de indicator. De afwezigheid van kleurverandering duidt op de volledige onderdrukking van de vitale activiteit van de microbe. De resultaten worden bepaald na 4 uur incubatie met behulp van een spectrofotometer.
Bepaling van de klinische gevoeligheid van bacteriën voor antimicrobiële geneesmiddelen door de schijfmethode (diffusietest). De methode is gebaseerd op de onderdrukking van bacteriegroei op een dicht voedingsmedium onder invloed van een antibioticum in een papieren schijf. Als gevolg van de diffusie van het medicijn in de agar wordt rond de schijf een concentratiegradiënt van het antibioticum gevormd. De grootte van de groeiremmingszone hangt af van de gevoeligheid van de bacterie en de eigenschappen van het geneesmiddel (in het bijzonder de diffusiesnelheid in de agar). Om de gevoeligheid in de klinische praktijk te bepalen, worden kant-en-klare standaardschijven met een strikt gedefinieerd gehalte aan antibiotica gebruikt. De inhoud van het medicijn wordt bepaald op basis van de therapeutische concentraties van elk antibioticum en de gemiddelde waarden van de MIC voor pathogene bacteriën. Op elke schijf staat de naam van het medicijn en de hoeveelheid. Om de gevoeligheid te bepalen, wordt een suspensie met een standaard aantal levensvatbare cellen bereid uit de bestudeerde bacteriecultuur en geënt met een gazon in petrischalen (diameter 100 mm) op Muller-Hinton- of AGV-media (speciale media die de diffusie van antimicrobiële stoffen en hebben er geen negatief effect op). Schijven worden met behulp van een applicator op het gezaaide oppervlak aangebracht op een afstand van 2,5 cm van het midden van de schaal in een cirkel (fig. 7.2.1). Er worden niet meer dan 5 schijven op de beker geplaatst. Gewassen worden 18-20 uur bij 35 C geïncubeerd. Als de procedure correct wordt uitgevoerd, tegen de achtergrond van een uniform bacteriegazon rond de schijven,
Zones van groeiremming, met een ronde vorm. De resultaten worden verantwoord door de diameter van de groeiremmingszone te meten. Neem voor het te meten gebied het gebied waar de groei van bacteriën volledig afwezig is. De interpretatie van de verkregen resultaten (de conclusie over de gevoeligheid) vindt plaats op basis van de in de tabel vermelde criteria. 7.2.2.
Tabel 7.2.2. Interpretatie van de resultaten van het bepalen van de gevoeligheid van bacteriën voor antibiotica met behulp van de schijfmethode (op AGV-medium)
Penicillines
| benzylpenicilline: | ||||
| bij het testen van stafylokokken | £ 20 | 21- | -28 | >29 |
| bij het testen van andere bacteriën | £ 10 | 11- | -16 | £ 17 |
| ampicilline: | ||||
| bij het testen van stafylokokken | <20 | 21- | -28 | £ 29 |
| wanneer getest gram-negatief | ||||
| alle bacteriën en enterokokken | <9 | 10- | -13 | >14 |
| Carbenicilline (25 mcg) | £ 14 | 15- | -18 | >19 |
| Carbenicilline (100 mcg) op | ||||
| test P. aeruginosa | £ 11 | 12- | -14 | £ 15 |
| Meticilline | £ 13 | 14- | -18 | >19 |
| Oxacilline (10 mcg) | $15 | 16- | -19 | £ 20 |
| Azlocilline (voor P.aeruginosa) | £ 13 | 14- | -16 | £ 16 |
| Piperacilline (voor P.aeruginosa) | <17 | >18 | ||
| Aztreonam | <15 | 16- | -21 | £ 22 |
Cefalosporinen
Voortzetting
| Antibiotica | Diameter | belemmerende zones | |
| (mm) | |||
| voelen- | tussenliggend | stal- | |
| lichaam | nauwkeurig | kwellen | |
| (S) | (D | (R) | |
| Nieuwe beta-lactams | |||
| Imipenem*<13 | 14-15 | >16 | |
| Meropenem*<13 | 14-15 | >16 | |
| Quinolonen | |||
| Ciprofloxacine<15 | 16-20 | >21 | |
| Ofloxacine<12 | 13-16 | >17 | |
| Nalidixinezuur*<12 | 13-17 | >18 | |
| Aminoglycosiden | |||
| Streptomycine<16 | 17-19 | >20 | |
| Kanamycine<14 | 15-18 | >19 | |
| Gentamicine £ 15 | - | >16 | |
| Sizomycine<15 | - | >16 | |
| Tobramycine<14 | - | >15 | |
| Amikacine<14 | 15-16 | >17 | |
| netilmicine<12 | 13-14 | >15 | |
| Tetracyclines, macroliden, lincosamiden | |||
| Tetracycline<16 | 17-20 | >22 | |
| doxycycline<15 | 16-19 | >20 | |
| Erythromycine<17 | 18-21 | >22 | |
| Azitromycine<13 | 14-17 | >18 | |
| Roxitromycine*<14 | 15-18 | >19 | |
| Claritromycine* £ 13 | 14-17 | >18 | |
| Lincomycine<19 | 20-23 | £ 24 | |
| Clindamycine £ 14 | 15-20 | >21 | |
| Oleandomycine £ 16 | 17-20 | >21 | |
| Antibiotica van andere groepen | |||
| Chlooramfenicol<15 | 16-18 | >19 | |
| Fusidinezuur<16 | 17-20 | >21 | |
| Rifampicine<12 | 13-15 | >16 | |
| Polymyxine<11 | 12-14 | >15 | |
| vancomycine: | |||
| voor stafylokokken<11 | - | >12 | |
| voor enterokokken<14 | 15-16 | >17 | |
| ristomycine<9 | 10-11 | >12 | |
| Furadonine £ 15 | 16-18 | >19 | |
| Furagin £ 15 | 16-18 | >19 |
* Voorlopige gegevens.
Het gebruik van de schijfmethode heeft een aantal beperkingen. De methode is alleen geschikt voor het bepalen van de gevoeligheid van snelgroeiende bacteriën die binnen 24 uur een homogeen gazon vormen op een standaard dichte voedingsbodem van een vrij eenvoudige samenstelling (Muller-Hinton of AGW) die geen stoffen bevat die de activiteit kunnen verminderen van antibiotica of de verspreiding ervan te voorkomen. Anders zal de ontvangen informatie onnauwkeurig zijn.
De schijfmethode kan dus niet worden gebruikt om de gevoeligheid voor antibiotica te bepalen van alle langzaam groeiende en meest kieskeurige bacteriën, waaronder veel menselijke ziekteverwekkers. (Mycobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. en vele anderen). Bij het bepalen van de gevoeligheid van sommige kieskeurige bacteriën waarvoor standaardtesten zijn ontwikkeld (Haemophilus spp., Neisseria spp., bepaalde soorten streptokokken), speciale kweekmedia en aanvullende criteria moeten worden gebruikt bij het interpreteren van de resultaten.
De schijfmethode geeft ook geen betrouwbare resultaten bij het bepalen van de gevoeligheid van bacteriën voor preparaten die slecht in agar diffunderen, bijvoorbeeld polypeptide-antibiotica (polymyxine, ristomycine).
Kwantitatieve bepaling van de gevoeligheid van bacteriën voor antimicrobiële geneesmiddelen met behulp van de E-test. De E-test is een variant van de diffusiemethode waarmee je de MIC van een antibioticum kunt bepalen. In plaats van schijven worden standaard polymeerstrips gebruikt, vervaardigd met behulp van een speciale technologie (AB BIODISK) en met geïmmobiliseerde antimicrobiële middelen aangebracht in de vorm van een continue concentratiegradiënt. Aan de andere kant van de strip
Tabel 7.2.3. Bepaling van de MIC van antimicrobiële stoffen door middel van seriële verdunningen
De E-test heeft een schaal van IPC-waarden. Wanneer de strip op het oppervlak van de agar wordt geplaatst, zorgt een gecontroleerd diffusieproces ervoor dat er in het voedingsmedium rond de strip een stabiele concentratiegradiënt van het geneesmiddel wordt gecreëerd die overeenkomt met de schaal. De procedure voor het bepalen van de gevoeligheid met behulp van de E-test wordt op dezelfde manier uitgevoerd als testen met de schijfmethode. Na de incubatie van het zaad wordt rond de strook een elliptische groeiremmingszone gevormd. De IPC-waarde komt overeen met het snijpunt van de elliptische zone met de E-teststrip. Voor de interpretatie van de resultaten worden standaardcriteria gebruikt (beoordeling van de klinische gevoeligheid) (tabel 7.2.3).
ECOLOGIE VAN MICROORGANISMEN
Invoering. De ecologie van micro-organismen is een tak van de algemene microbiologie en bestudeert de relatie tussen micro- en macro-organismen die samenleven in bepaalde biotopen. In natuurlijke habitats (bodem, water, lucht, levende organismen) maken microben deel uit van verschillende biocenoses. De ecologie van microben die menselijke ziekten veroorzaken, wordt bepaald door hun vermogen om te overleven in de externe omgeving, van gastheer te veranderen en in het gastheerorganisme te blijven bestaan tegen de achtergrond van actie. immuunsysteem, en is ook gerelateerd aan de methoden van hun distributie, transmissie en een aantal andere factoren. Het beoordelen van een aantal omgevingsomstandigheden is een van de hoofdtaken van de sanitaire microbiologie.
Sanitair en bacteriologisch onderzoek ligt ten grondslag praktisch werk sanitaire artsen en epidemiologen bij de sanitaire en hygiënische beoordeling van omgevingsobjecten, voedingsmiddelen, dranken, enz. en een leidende rol spelen bij de preventie van infectieziekten. Een belangrijk studieobject in de medische microbiologie is de normale microflora van het menselijk lichaam, waaronder microben die op de huid leven, slijmvliezen van verschillende organen (mondholte, farynx, nasopharynx, bovenste luchtwegen, darmen, vooral de dikke darm, enzovoort.). Sommige ervan zijn permanent (verplicht) bewoners van het menselijk lichaam, anderen - tijdelijk (optioneel of tijdelijk). Normale microflora is een vitaal lichaamssysteem dat bescherming biedt tegen veel pathogene microben, rijping en stimulatie van het immuunsysteem, productie van een aantal vitamines en enzymen die betrokken zijn bij de spijsvertering, enz.
De kwalitatieve en kwantitatieve samenstelling van de menselijke microflora verandert gedurende het hele leven en is afhankelijk van geslacht, leeftijd, dieet, enz. Bovendien kunnen fluctuaties in de samenstelling van menselijke microflora te wijten zijn aan het optreden van ziekten en het gebruik van medicijnen, voornamelijk antibiotica en immunomodulatoren. . Evaluatie van de kwalitatieve en kwantitatieve samenstelling van de microflora van het menselijk lichaam volgens bepaalde indicatoren maakt het mogelijk om de overtreding (dysbacteriose) en de bijbehorende gevolgen te identificeren.
Onderwerp 8.1. MICROFLORA VAN WATER, LUCHT EN BODEM. METHODEN VAN SANITAIR-BACTERIOLOGISCHE STUDIE VAN WATER, LUCHT EN BODEM
g-programma
1. Microflora van water, lucht en bodem.
2. Sanitaire indicatieve micro-organismen en hun betekenis.
3. Methoden voor het bepalen van if-index, if-titer en microbieel aantal van water.
4. Methoden voor het bepalen van het microbiële getal van lucht.
5. Methoden voor het bepalen van de perfringens-titer, de coli-titer en het aantal bacteriën in de bodem.
EN Demonstratie
1. Sanitair en bacteriologisch onderzoek van water door middel van membraanfilters.
2. Sanitair en bacteriologisch onderzoek van lucht. apparaat van Krotov. Groei van micro-organismen op MPA in een petrischaal. Groei van hemolytische streptokokken op bloedagar.
3. Sanitair en bacteriologisch bodemonderzoek. Groei Proteus vulgaris(volgens Shukevich).
a Opdracht aan studenten
1. De sanitaire en bacteriologische toestand van water beoordelen op basis van de resultaten van het bepalen van het microbiële aantal, coli-index en coli-titer.
2. Om de hygiënische en bacteriologische toestand van de lucht te beoordelen op basis van de resultaten van het bepalen van het microbiële aantal.
3. De sanitaire en bacteriologische toestand van de bodem beoordelen op basis van de resultaten van het bepalen van het microbiële aantal, coli-titer, perfringens-titer en titer van thermofiele bacteriën.
4. Ent een wasmiddel van de huid van de handen op een glucose-peptonmedium.
▲ Richtlijnen
Microbiologische methoden voor het bestuderen van het milieu
Om de sanitaire en hygiënische toestand van verschillende objecten van het milieu, water, voedsel, enz. Te beoordelen, worden sanitaire en bacteriologische onderzoeken uitgevoerd, met als doel het epidemische gevaar te bepalen. De directe detectie van pathogene microben gaat echter gepaard met een aantal moeilijkheden, voornamelijk vanwege de lage concentratie van deze microben, die zich in de regel niet kunnen vermenigvuldigen in lucht, water en bodem. Daarom worden in de sanitaire en microbiologische praktijk indirecte methoden gebruikt, gebaseerd op het bepalen van de totale microbiële besmetting van een of ander object en op de detectie van zogenaamde sanitair-indicatieve bacteriën(Tabel 8.1.1).
Tabel 8.1.1. Sanitair-indicatieve bacteriën van het milieu en voedsel
| Een voorwerp | Aard van de vervuiling | Sanitaire indicatieve bacteriën |
| Water | ontlasting | Bacteriën van de Escherichia coli-groep Escherichia coli, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterococcus faecalis |
| De grond | Ook | Dezelfde bacteriën en clostridia (Clostridium perfringens, CI. sporogenes en etc.) |
| Industrieel-alledaags- | thermofiele bacteriën, Proteus | |
| vye (rottend afval) | vulgaris | |
| eten | ontlasting | |
| producten | sloten S. faecalis, P. vulgaris | |
| Oraal infuus | Staphylococcus aureus | |
| Artikelen | ontlasting | Bacteriën van de groep darmpassages |
| alledaagse leven | sloten, P. vulgaris, E. faecalis | |
| Oraal infuus | S. aureus | |
| Lucht | Ook | S. aureus, S. pyogenes |
| Water, | Industrieel | Productiestammen van micro- |
| de grond, | Jurken | |
| lucht |
Sanitair-indicatieve microben, wat aangeeft fecale besmetting milieu, zijn de bacteriën van de Escherichia coli-groep (CGB). Ze behoren tot verschillende geslachten van de familie Enterobacteriaceae. Differentiële diagnostische tekenen van BGKP worden weergegeven in tabel. 8.1.2. Detectie van E. coli in milieu- of voedingsproducten wordt beschouwd als de meest betrouwbare indicator van verse fecale verontreiniging. Aanwezigheid van bacteriën Citrobacter en enterobacter duidt op een relatief oude fecale verontreiniging. De aanwezigheid van Clostridium perfringens, C. sporogens en andere clostridia in de bodem duidt op fecale verontreiniging, zowel vers als oud, aangezien deze bacteriën sporen vormen, waardoor ze gedurende een lange tijd in het milieu (in het bijzonder in de bodem) kunnen blijven bestaan. lange tijd. Detectie in omgevingsobjecten Enterococcus faecalis geeft ook hun fecale besmetting aan. De groep van thermofiele bacteriën omvat niet-verwante bacteriën, vertegenwoordigers van verschillende families die zich kunnen vermenigvuldigen bij een temperatuur van 60°C en hoger. (Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus en etc.). Het zijn geen permanente bewoners van de menselijke darm en dienen niet als criteria voor fecale verontreiniging van het milieu. Een sterke toename van het aantal van deze bacteriën kan wijzen op bodemverontreiniging met rottend afval, aangezien ze zich vermenigvuldigen in voor zelfverhitting vatbare mest en compost.
Tabel 8.1.2. Differentiële diagnostische tekenen van BGKP
Escherichia Meng + - +
coli zuren
Citrobacter Zelfde + - p + +
freundii
enterobacter Butaan - - + - + +
aerogenen diol
Symbolen: (+) - positieve reactie, (-) - negatieve reactie, p - verschillende reacties.
Bacteriën die tot het geslacht behoren Proteus (P.vulgaris) enz.) gezinnen enterobacteriën, wijd verspreid van aard. Deze rottende bacteriën in grote aantallen gevonden op de rottende overblijfselen van dieren en planten. De detectie van deze bacteriën in elk voedsel geeft aan rottend verval.
Hemolytische streptokokken (S.pyogenes), als transitbewoners van de nasopharynx en farynx worden ze uitgescheiden met druppeltjes slijm door druppeltjes in de lucht. De overlevingsvoorwaarden van hemolytische streptokokken in het milieu verschillen praktisch niet van de voorwaarden die kenmerkend zijn voor de meeste andere pathogenen van luchtweginfecties. Detectie van hemolytische streptokokken in de binnenlucht duidt op de mogelijke besmetting met microben in de keelholte, nasopharynx, bovenste luchtwegen van een persoon en die de veroorzakers zijn van infecties via de lucht. Staphylococcus aureus is een optionele bewoner van de nasopharynx, farynx en ook huid persoon. De aanwezigheid ervan in de binnenlucht of op objecten die zich daar bevinden, is een indicator besmetting via de lucht. De gelijktijdige detectie van Staphylococcus aureus en hemolytische streptokokken duidt op een hoge mate van luchtverontreiniging.
Sanitair en bacteriologisch onderzoek van water
Bepaling van het microbiële getal van water. Kraanwater wordt geïnoculeerd in een volume van 1 ml, water uit open reservoirs - in volumes van 1,0; 0,1 en 0,01 ml. Alle monsters worden in steriele petrischalen gebracht, waarna ze worden gegoten met 10-12 ml gesmolten en afgekoeld tot 45-50°C voedingsagar, die zorgvuldig wordt
Grondig gemengd met water. Gewassen worden 1-2 dagen bij 37 °C geïncubeerd. Water uit open reservoirs wordt parallel geïnoculeerd op twee reeksen kopjes, waarvan er één gedurende 1 dag bij 37 °C en de andere gedurende 2 dagen bij 20 °C wordt geïncubeerd. Vervolgens wordt het aantal kolonies gegroeid op het oppervlak en in de diepte van het medium geteld en berekend microbiële telling van water- het aantal micro-organismen in 1 ml.
Bepaling van if-titer en if-index van water. Coli-titer water - de minimale hoeveelheid water (ml) waarin CGB's worden gedetecteerd. Coli-index- de hoeveelheid BGKP in 1 liter water. Deze indicatoren worden bepaald door de titratie (fermentatie) methode of de methode van membraanfilters.
Titratie methode. Verschillende volumes water worden geïnoculeerd in een glucose-pepton-medium (1% peptonwater, 0,5% glucose-oplossing, 0,5% natriumchloride-oplossing, Andrede-indicator en een vlotter), en voor het inoculeren van grote hoeveelheden (100 en 10 ml), een geconcentreerd medium wordt gebruikt, dat 10 keer de hoeveelheid van deze stoffen bevat.
Het water van open oppervlakte reservoirs wordt onderzocht in volumes van 100; 10; 1,0 en 0,1 ml. Voor onderzoek kraanwater doen gewassen van drie volumes van 100 ml, drie volumes van 10 ml en drie volumes van 1 ml. De inentingen worden 1 dag bij 37°C geïncubeerd. De fermentatie wordt beoordeeld aan de hand van de aanwezigheid van gasbellen in de vlotter. Gefermenteerde of troebele monsters worden gekweekt op Endo-medium. Van de volwassen kolonies worden uitstrijkjes gemaakt, gekleurd volgens de Gram-methode en wordt een oxidasetest uitgevoerd om de bacteriën van de geslachten te differentiëren Escherichia, Citrobacter en enterobacter van gram-negatieve bacteriën van de familie Pseudomonadaceae en andere oxidase-positieve bacteriën die in het water leven. Hiertoe worden 2-3 geïsoleerde kolonies verwijderd van het oppervlak van het medium met een glazen staaf, aangebracht met een streek op filtreerpapier bevochtigd met dimethyl-p-fenyleendiamine. Bij een negatieve oxidasetest verandert de kleur van het papier niet, bij een positieve wordt het binnen 1 minuut blauw. Gram-negatieve staven die geen oxidase vormen, worden opnieuw onderzocht in een fermentatietest - ze worden ingebracht in halfvloeibare voedingsagar met 0,5 % glucose-oplossing en gedurende 1 dag bij 37 °C geïncubeerd. Bij een positief resultaat bepaal of de titer en of de index volgens de statistische tabel. 8.1.3.
Membraanfilter methode. Membraanfilter nr. 3 wordt geplaatst in een Seitz-trechter gemonteerd in een bunsenkolf, die is aangesloten op een vacuümpomp. Membraanfilters worden vooraf gesteriliseerd door koken in gedestilleerd water. Water uit het waterleidingnet en water uit geboorde putten wordt gefilterd in een volume van 333 ml. schoon water van een open reservoir wordt gefilterd in een volume van 100, 10, 1,0 en 0,1 ml, meer verontreinigd voordat filtratie wordt verdund met steriel
Tabel 8.1.3. Bepaling van de index van bacteriën van de Escherichia coli-groep bij de studie van water
Coli-titer
vanaf 3 volumes van 100 ml
water. Vervolgens worden de filters op het oppervlak van het Endo-medium in petrischalen geplaatst en na incubatie bij 37°C gedurende 1 dag wordt het aantal gekweekte kolonies typisch voor CGB geteld. Er worden uitstrijkjes gemaakt van 2-3 rode kolonies, gekleurd volgens de Gram-methode en de oxidase-activiteit wordt bepaald. Om dit te doen, wordt het filter met daarop gekweekte bacteriekolonies met een pincet, zonder te draaien, overgebracht op een cirkel van filtreerpapier dat is bevochtigd met dimethyl-p-fenyleendiamine. In aanwezigheid van oxidase kleurt de indicator de kolonie blauw. 2-3 kolonies die hun oorspronkelijke kleur niet hebben veranderd, worden geïnoculeerd in een halfvloeibaar medium met 0,5% glucose-oplossing. De kweken worden 24 uur bij 37°C geïncubeerd. Bij aanwezigheid van gasvorming wordt het aantal rode kolonies op het filter geteld en wordt de coli-index bepaald. Normatieve indicatoren voor drinkwater worden gegeven in tabel. 8.1.4.
Tabel 8.1.4. Drinkwaternormen (GOST 2874-82)
| standaard- |
Inhoudsopgave
Het aantal microben in 1 ml water, niet meer dan 100
Het aantal bacteriën van de groep Escherichia coli in 1 liter water 3
(if-index), niet meer
Om de titer te bepalen Enterococcus faecalis bereid 10-voudige verdunningen van water. Volledig water en zijn verdunningen in een volume van 1 ml worden geïnoculeerd in een van de vloeibare keuzemedia (KF, poly-
Myxinovaya, etc.), geïncubeerd bij 37 ° C gedurende 2 dagen, na 24 en 48 uur worden entingen gemaakt op dichte electieve differentiële media: KF-agar, TTX-agar (medium met trifenyltetrazoliumchloride), polymyxintelluriet-agar. Streptokokken worden geïdentificeerd. volgens het type kolonies, celmorfologie en kleuring volgens de Gram-methode.Op het medium met TTX vormen streptokokken donkerrode kolonies, op agar met telluriet - zwart.
De samenstelling van de media. KF-medium: 2% voedingsagar, 1% gistextract, 2% lactose, 0,4% natriumazide, 0,06% natriumcarbonaat, bromcresol rood indicator.
Polymyxine-medium: 2% voedingsagar, 1% gistextract, 1% glucose, polymyxine M 200 eenheden/ml, broomthymolblauw-indicator.
Polymyxintellurietagar: 2% voedingsagar, 1% gistextract, 1% glucose, kristalviolet 1:800.000, polymyxine M 200 U/ml, 0,01% kaliumtelluriet.
Trifenyltetrazoliumchloride-agar (TTC): 2% voedingsagar, 1% gistextract, 1% glucose, kristalviolet 1:800.000, 0,01% TTC.
Bij het definiëren van een index E.faecalis gebruik de statistische tabellen die gebruikt zijn bij het vaststellen van de coli-index. Daarnaast wordt hiervoor de membraanfiltermethode gebruikt. Om pathogene bacteriën te detecteren, wordt water door membraanfilters gevoerd, die vervolgens in vloeibare electieve media of op het oppervlak van dichte differentiële diagnostische media worden geplaatst.
Sanitair en bacteriologisch onderzoek van lucht
Bepaling van het microbiële getal van lucht. Kwantitatieve microbiologische methoden voor het bestuderen van lucht zijn gebaseerd op de principes van sedimentatie (sedimentatie), aspiratie of filtratie.
sedimentatie methode. Twee petrischalen met nutriëntagar worden 60 minuten open gelaten, waarna de gewassen worden geïncubeerd in een thermostaat bij 37 ° C. De resultaten worden beoordeeld aan de hand van het totale aantal kolonies dat op beide schalen is gegroeid: als er minder dan 250 kolonies zijn, de lucht wordt als schoon beschouwd; 250-500 kolonies wijzen op gemiddelde vervuiling, met het aantal kolonies meer dan 500 - vervuild.
aspiratie methode. Dit is een nauwkeurigere kwantitatieve methode voor het bepalen van de microbiële telling van lucht. Luchtzaaien wordt uitgevoerd met behulp van apparaten. Het apparaat van Krotov (fig. 8.1.1) is zo ontworpen dat er met een bepaalde snelheid lucht wordt aangezogen door een smalle spleet van een plexiglas plaat die de petrischaal afsluit met voedingsagar.
Afb.8.1.1. Krotov-apparaat voor bacteriologisch onderzoek
Tegelijkertijd worden aerosoldeeltjes met daarin aanwezige micro-organismen gelijkmatig op het gehele oppervlak van het medium gefixeerd vanwege de constante rotatie van de beker onder de inlaatsleuf. Na incubatie van zaaien in een thermostaat wordt het microbiële getal berekend volgens de formule:
een x 1000 x~y
waarbij a het aantal kolonies is dat op de plaat is gegroeid; V is het luchtvolume dat door het apparaat is gepasseerd, dm 3; 1000 - standaard luchtvolume, dm 3.
Bij het bepalen van het microbiële aantal lucht wordt voedingsagar gebruikt om hemolytische streptokokken te isoleren - bloedagar met toevoeging van gentiaanviolet, gevolgd door controlemicroscopie en selectieve subcultuur van verdachte kolonies op bloedagar.
De samenstelling van de media. Gentiaanviolet bloedagar: 2% voedingsagar, 5-10% gedefibrineerd bloed van paard, konijn of ram, gentiaanviolet (1:50.000).
Dooier-zoutagar (YSA): 2% voedingsagar, 10% natriumchloride, 20 % (in volume) dooiersuspensie (1 eidooier per 200 ml isotone natriumchloride-oplossing).
Andere apparaten kunnen ook worden gebruikt om lucht te bestuderen (Dyakov, Rechmensky, Kiktenko, PAB-1 - bemonstering -
Nick aerosol bacteriologisch, POV-1 - een apparaat voor het bemonsteren van lucht), met behulp waarvan een bepaald volume lucht door vloeistoffen of filters wordt geleid, en vervolgens worden gemeten gewassen gemaakt op voedingsbodems. Het gebruik van PAB-1 en POV-1 maakt het mogelijk om grote hoeveelheden lucht te onderzoeken en ziekmakende bacteriën en virussen op te sporen.
Bij het onderzoeken van de lucht van ziekenhuizen (chirurgisch, verloskundig-gynaecologisch, enz.), Worden pathogene en opportunistische bacteriën - pathogenen van nosocomiale infecties (stafylokokken, Pseudomonas aeruginosa, enz.) Direct geïsoleerd. In het geval van nosocomiale infecties van stafylokokken etiologie, worden onderzoeken uitgevoerd om de bronnen en manieren van verspreiding van infecties te identificeren: door faagtypering wordt de identiteit bepaald van stafylokokken geïsoleerd uit omgevingsobjecten, evenals van patiënten en begeleiders. Standaard indicatoren van microbieel aantal en inhoud Staphylococcus aureus,
Ontsteking in brand. Dit is een betrouwbare sterilisatiemethode, maar heeft een beperkt nut vanwege de verslechtering van items. Op deze manier worden bacteriologische lussen gesteriliseerd.
Droge sterilisatie warmte. Het wordt uitgevoerd in de Pasteur-oven (droog------
droge kast) bij een temperatuur van 160-170°C gedurende 1 uur. Deze methode steriliseert laboratoriumglaswerk, in papier gewikkelde pipetten, reageerbuisjes afgesloten met wattenstaafjes. Bij temperaturen boven 170 ° C begint de verkoling van papier, watten en gaas.
Stoomsterilisatie onder druk (autoclaveren). De meest veelzijdige sterilisatiemethode. Het wordt uitgevoerd in een autoclaaf - een water-stoomsterilisator. Het werkingsprincipe van de autoclaaf is gebaseerd op de afhankelijkheid van het kookpunt van water van druk.
De autoclaaf is een dubbelwandige metalen ketel met een hermetisch afgesloten deksel. Water wordt in de bodem van de autoclaaf gegoten, gesteriliseerde items worden in de werkkamer geplaatst, het deksel wordt gesloten, eerst zonder het hermetisch vast te schroeven. Zet het vuur aan en breng het water aan de kook. De resulterende stoom verdringt lucht uit de werkkamer, die naar buiten komt via de open uitlaatkraan. Als alle lucht is verdreven en er een continue stroom stoom uit de kraan komt, wordt de kraan gesloten en wordt het deksel hermetisch afgesloten. De stoom wordt onder controle van een manometer op de gewenste druk gebracht. De temperatuur van de stoom is afhankelijk van de druk: bij normale atmosferische druk staat de manometernaald op 0 atm. - stoomtemperatuur 100°С, bij 0,5 atm. - 112°С, bij 1 atm. -121°С, bij 1,5 atm. - 127°С, bij 2 atm. - 134°C. Schakel aan het einde van de sterilisatie de autoclaaf uit, wacht tot de druk afneemt, laat geleidelijk stoom ontsnappen en open het deksel. Meestal bij een druk van 1 atm. steriliseer binnen 20-40 minuten eenvoudige voedingsmedia en oplossingen die geen eiwitten en koolhydraten bevatten, verbanden, linnengoed. De te steriliseren materialen moeten dampdoorlatend zijn. Bij het steriliseren van materialen in grote volumes (chirurgische materialen) wordt de tijd verlengd tot 2 uur. Bij een druk van 2 atm. produceren desinfectie van pathologisch materiaal en afvalculturen van microben.
Voedingsmedia die suikers bevatten, kunnen niet worden gesteriliseerd bij 1 atm, omdat ze karamelliseren, dus worden ze onderworpen aan fractionele sterilisatie met stromende stoom of geautoclaveerd bij 0,5 atm.
Biologische en fysische methoden worden gebruikt om het sterilisatieregime te beheersen. De biologische methode is gebaseerd op het feit dat gelijktijdig met het gesteriliseerde materiaal sporen van Bacillus stearothermophilus worden geplaatst, die bij 121°C in 15 minuten afsterven. Na sterilisatie mogen er geen sporen groeien op een voedingsbodem. De fysische methode is gebaseerd op het gebruik van stoffen met een bepaald smeltpunt, bijvoorbeeld zwavel (119°C), benzoëzuur (120°C). Verzegelde buisjes met de substantie gemengd met een droge kleurstof (magenta) worden samen met het te steriliseren materiaal in een autoclaaf geplaatst. Als de temperatuur in de autoclaaf voldoende is, zal de substantie smelten en de kleur van de kleurstof veranderen.
Sterilisatie vloeistof stoom wordt uitgevoerd in een Koch-apparaat of in een autoclaaf met het deksel losgeschroefd en de uitlaatkraan open. Het water in het apparaat wordt verwarmd tot 100°C. De resulterende stoom gaat door het gelegde materiaal en steriliseert het. Een enkele behandeling bij 100°C doodt de sporen niet. Daarom wordt een fractionele sterilisatiemethode gebruikt - 3 dagen achter elkaar gedurende 30 minuten, tussendoor een dag op kamertemperatuur laten staan. Verhitting op 100°C veroorzaakt thermische activatie van sporen, waardoor ze tot de volgende dag ontkiemen tot vegetatieve vormen en bij de tweede en derde verhitting afsterven. Als gevolg hiervan kunnen alleen voedingsbodems worden gesteriliseerd met stromende stoom, omdat Voedingsstoffen zijn nodig voor het ontkiemen van sporen.
Voor materialen die afbreken bij 100 ° C (bijvoorbeeld serum, voedingsmedia die eiwit bevatten), wordt een ander type fractionele sterilisatie gebruikt - tyndalisatie. Het te steriliseren materiaal wordt gedurende 5-6 dagen achtereen in een waterbad op 56-60°C verwarmd - de eerste dag gedurende 2 uur, de andere dagen gedurende 1 uur.
Sterilisatie door bestraling
UV straling. Lampen ultraviolette straling gebruikt om de lucht van medische instellingen, bacteriologische dozen en laboratoria te desinfecteren, evenals om vloeistoffen te steriliseren met behulp van speciale apparaten.
Sterilisatie door ioniserende straling in de medische en microbiologische industrie worden verschillende voorwerpen tentoongesteld: medicijnen, verbandmiddelen, zijde, operatiehandschoenen, wegwerp spuiten, plastic tubes voor intraveneuze toediening en vele andere materialen.
Sollicitatie ioniserende straling heeft verschillende voordelen ten opzichte van warmtesterilisatie. Bij sterilisatie met ioniserende straling stijgt de temperatuur van het te steriliseren object iets en daarom worden dergelijke methoden koude sterilisatie genoemd. Bij het steriliseren op grote schaal kan een lopende band worden gecreëerd. Materialen worden gesteriliseerd in verpakte vorm. Er zijn twee soorten bestralingsapparatuur: kobalt-60 gamma-eenheden en elektronenversnellers.
Sterilisatie - (Lat. sterilis - despawning) of volledige vernietiging van micro-organismen en hun sporen door blootstelling aan zowel fysische factoren als chemicaliën.
Momenteel is de industriestandaard (OST 42-21-2-85) van kracht, die de methoden, middelen en wijzen van sterilisatie en desinfectie van medische hulpmiddelen definieert, die wordt aangevuld door order nr. 408 en "Methodologische richtlijnen voor desinfectie, pre-sterilisatie reiniging en sterilisatie van medische hulpmiddelen", goedgekeurd door M3 van Rusland op 30 december 1998 nr. M U-287-113.
Alle producten die in contact komen met het wondoppervlak, in contact komen met bloed of injecteerbare medicijnen, en bepaalde soorten medische instrumenten die tijdens de operatie in contact komen met de slijmvliezen en deze kunnen beschadigen, worden gesteriliseerd.
Sterilisatie methoden
Er zijn thermische methoden - fysiek: stoom, lucht, glasperleny (in de omgeving van verwarmde ballen), evenals ultraviolette bestraling van binnenlucht: kleedkamers, procedurele, operatiekamers. . In de klinische praktijk worden meestal thermische sterilisatiemethoden gebruikt, die bestaan uit blootstelling aan stoom onder overdruk en sterilisatietemperatuur (autoclaveren) en blootstelling aan droge hete lucht die de sterilisatietemperatuur bereikt (er worden droge ovens van verschillende modificaties gebruikt).
Chemische sterilisatiemethoden worden uitgevoerd met oplossingen van ontsmettingsmiddelen of gassen van polyethyleenproducten, apparatuur voor kunstmatige longventilatie (ALV), verschillende endoscopen met glasvezel. De chemische methode omvat gassterilisatie met ethyleenoxide, propyleenoxide, methylbromide en hun mengsel, evenals de stoom-formaldehyde-methode.
Ultrasone sterilisatiemethode. Sterilisatie door infraroodstraling. Stralingsmethode in (installatie met een stralingsbron voor industriële sterilisatie van artikelen voor eenmalig gebruik). De keuze van de methode hangt van veel factoren af, waarvan de belangrijkste zijn:
1. Het materiaal waarvan het product is gemaakt.
2. Productontwerp.
3. De voorwaarden van de steriliteit van het product.
4. Efficiëntie van de methode
Autoclaaf (van het Griekse auto - zelf en Latijnse clavis - sleutel) - betekent "zelfsluitend". Autoclaveren, of sterilisatie in een stoomsterilisator, wordt gebruikt voor het sterilisatieproces van instrumenten, alle medische hulpmiddelen van metaal, glas, rubber en textiel, oplossingen, ligatuurhechtmateriaal.
Sterilisatie modi
1e modus - temperatuur 132 °C, druk 2 atm., tijd 20 min. De eerste modus (hoofdmodus) is bedoeld voor het steriliseren van producten gemaakt van grof calico, gaas (verbandmateriaal, linnen, enz.), Glas, inclusief spuiten gemarkeerd met "200 'C", producten gemaakt van corrosiebestendig metaal.
2e modus - temperatuur 120 °C, druk 1,1 atm., tijd 45 min. De tweede modus (zacht) wordt aanbevolen voor producten gemaakt van dun rubber, latex (chirurgische handschoenen, enz.) en bepaalde types polymeren (polyethyleen met hoge dichtheid).
3e modus - temperatuur 134 ° C - 5 min, 2 atm.
Luchtsterilisatie methode
Het wordt uitgevoerd in een luchtsterilisator met droge hete lucht. Aanbevolen voor sterilisatie van medische hulpmiddelen van metaal, glas, siliconenrubber.
Sterilisatie modi
1e modus - temperatuur 180 °C, tijd 60 min. De eerste modus (hoofdmodus) is bedoeld voor het steriliseren van glasproducten, inclusief spuiten met de markering "200 ° C", metalen producten: chirurgische, tandheelkundige, gynaecologische instrumenten, inclusief corrosiebestendige metalen.
2e modus - temperatuur 160 °C, tijd 150 min. De tweede modus (zacht) is bedoeld voor het steriliseren van producten gemaakt van siliconenrubber, evenals onderdelen van sommige apparaten en apparaten.
Sterilisatie met chemische oplossingen Waterstofperoxide heeft een uitgesproken desinfecterende eigenschap. Voor sterilisatie wordt een 6% waterstofperoxide-oplossing gebruikt - blootstelling 180 minuten, temperatuur 50 ° C; bij volledige onderdompeling voor sterilisatie van producten gemaakt van polymeren, rubber, glas en corrosiebestendige metalen blootstelling - 360 min bij een temperatuur van 18 "C. (steriliteitsperiode - drie dagen)
Sterilisatie met gassen Sterilisatie wordt uitgevoerd in een stationaire gassterilisator. OST raadt aan om een aantal medische apparaten met ethyleenoxide of een OB-mengsel gassterilisatie uit te voeren. Optica, pacemakers, producten gemaakt van polymere materialen, rubber, glas, metaal, plastic onderdelen van verschillende apparaten worden gesteriliseerd. De praktische implementatie van deze methode stuit op aanzienlijke moeilijkheden, dus gassterilisatie heeft nog niet de distributie gekregen die het verdient in termen van zijn mogelijkheden.
Sterilisatie is het volledig vrijmaken van omgevingsobjecten van vegetatieve en slapende vormen van micro-organismen door het gebruik van fysische of chemische factoren.
Antiseptica - een reeks therapeutische en preventieve maatregelen gericht op de vernietiging van micro-organismen in een wond, andere pathologische formatie of het lichaam als geheel.
Asepsis is een complex van therapeutische en preventieve maatregelen gericht op het voorkomen van de introductie van infectieuze agentia in de wond, weefsels, organen, lichaamsholten van de patiënt tijdens medische (inclusief diagnostische) manipulaties.
Sterilisatie wordt uitgevoerd om: 1) de introductie van micro-organismen in het menselijk lichaam tijdens medische ingrepen te voorkomen; 2) uitsluiting van microbiële besmetting van medicinale en diagnostische materialen, voedingsmedia en celculturen die worden gebruikt in microbiologische en immunologische studies.
Sterilisatie stappen
Sterilisatie van medische hulpmiddelen omvat drie fasen: 1) desinfectie; 2) reiniging vóór sterilisatie en 3) sterilisatie zelf. Alle producten worden na gebruik bij patiënten gedesinfecteerd.
Desinfectie van producten wordt uitgevoerd om pathogene en opportunistische micro-organismen te vernietigen, waaronder pathogenen van virale hepatitis en HIV-infectie, Mycobacterium tuberculosis en schimmels, waaronder het geslacht Candida. Na desinfectie worden de producten gewassen met water, gedroogd en gebruikt voor het beoogde doel of onderworpen aan presterilisatiereiniging en sterilisatie.
Reiniging vóór sterilisatie wordt uitgevoerd om eiwit, vet en mechanische verontreinigingen, evenals medicijnresten, te verwijderen.
Sterilisatie van producten wordt uitgevoerd om alle soorten micro-organismen, inclusief sporevormen, te vernietigen. Sterilisatie is onderworpen aan alle medische producten die in contact komen met het wondoppervlak, slijmvliezen met het risico deze te beschadigen, evenals in contact met bloed of injecteerbare medicijnen.
Desinfectie van medische hulpmiddelen.
Desinfectie van medische hulpmiddelen wordt uitgevoerd door fysische en chemische methoden. De keuze van de methode hangt af van de kenmerken van het product, de materialen die worden gebruikt bij de productie van producten en hun doel.
Fysische desinfectiemethode omvat koken, blootstelling aan verzadigde waterdamp of droge hete lucht.
Kookgerei wordt uitgevoerd in gedestilleerd water gedurende 30 minuten vanaf het moment van koken of in water met toevoeging van een 2% -oplossing van zuiveringszout (natriumbicarbonaat) gedurende 15 minuten vanaf het moment van koken. Dit type desinfectie wordt gebruikt voor producten gemaakt van glas, metalen, hittebestendige polymere materialen en rubbers. Voor het koken worden de producten ontdaan van organische verontreinigingen door ze af te spoelen met kraanwater of een oplossing van ontsmettingsmiddelen die geen fixerend effect hebben in speciale containers (behoudens veiligheidsmaatregelen bij het werken met biologisch materiaal). Waswater wordt verder gedesinfecteerd.
De stoommethode met verzadigde waterstoom onder overdruk desinfecteert glas, metaal, rubber, latex, hittebestendige polymere materialen. Ze worden in sterilisatieboxen (bixes) geplaatst en in een stoomsterilisator (autoclaaf) geplaatst. Autoclaveren vindt plaats bij 110°C gedurende 20 minuten. Voorafgaande reiniging van producten van organische verontreinigingen is niet vereist.
De luchtmethode desinfecteert producten gemaakt van glas, metalen, siliconenrubber in formulier openen op de planken van een luchtsterilisator (droge oven) bij een temperatuur van 120°C gedurende 45 minuten. In dit geval is verplichte voorafgaande reiniging van producten van organische verontreinigingen vereist.
De fysieke methode van desinfectie van medische hulpmiddelen is eenvoudig, milieuvriendelijk en veilig voor het personeel.
Chemische desinfectiemethode omvat het gebruik van oplossingen van chemicaliën-ontsmettingsmiddelen, waarbij medische hulpmiddelen onmiddellijk na gebruik bij patiënten worden ondergedompeld. Voorproducten worden ontdaan van organische verontreinigingen om te voorkomen dat de effectiviteit van werkende oplossingen afneemt. Afneembare producten worden in gedemonteerde vorm gedesinfecteerd, de kanalen en holtes van de producten moeten worden gevuld met een desinfecterende oplossing. Producten die niet in direct contact komen met de patiënt kunnen worden ontsmet door tweemaal af te vegen met een doek die is bevochtigd met een desinfecterende oplossing.
Voor chemische methode desinfectie maakt gebruik van stoffen die een virucidaal effect hebben tegen pathogenen van virale hepatitis en HIV-infectie ( Alaminol, Javel, Lysoformin-3000, PVC, Combidesinfectant van instrumenten enz.), en in antituberculoseorganisaties - stoffen met een mycobactericide werking ( Sidex, Septodor, Chloramine B, Javelion ). Desinfectie wordt uitgevoerd volgens de regimes die voor deze infecties worden aanbevolen. Ontsmettingsmiddelen die deze eigenschappen niet hebben, mogen niet worden gebruikt om medische hulpmiddelen te ontsmetten.
Chloorhoudende stoffen, evenals de meeste producten op basis van waterstofperoxide, zijn bedoeld voor producten van corrosiebestendige metalen, rubbers, kunststoffen en glas. Het gebruik van ethylalcohol wordt alleen aanbevolen voor de desinfectie van metalen producten na hun voorafgaande reiniging van organische verbindingen. Aldehyde-bevattende producten worden aanbevolen voor producten gemaakt van glas, metalen, polymere materialen, inclusief thermolabiele materialen. Waterstofperoxide kan worden gebruikt om medische hulpmiddelen te desinfecteren.
Om de ontwikkeling van resistentie van micro-organismen tegen desinfectiemiddelen te voorkomen, wordt een wekelijkse vervanging van chemische desinfectiemiddelen die deel uitmaken van een andere groep geneesmiddelen voor de werkzame stof aanbevolen.
Na voltooiing van de desinfectie worden medische hulpmiddelen gewassen met stromend water, mechanische reiniging hun kragen, borstels, servetten, waarna ze worden gebruikt voor het beoogde doel of doorgaan naar de volgende fase van sterilisatie - pre-sterilisatiereiniging.